Validierung der analytischen Methode zur Assay-Bestimmung von Cannabidiol und Tetrahydrocannabinol in mit Hanföl angereicherten Produkten durch RP

Mar 09, 2023

Wissenschaftliche Berichte Band 12, Artikelnummer: 12453 (2022) Diesen Artikel zitieren

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Für die Assay-Bestimmung von Cannabidiol und Tetrahydrocannabinol in mit Hanföl angereicherten Produkten wurde eine einfache quantitative Umkehrphasen-Hochleistungsflüssigkeitschromatographie (RP-HPLC)-Methode entwickelt und validiert. Die RP-HPLC-Methode wurde hinsichtlich der Zusammensetzung der mobilen Phase, der Flussrate, der Säulenauswahl und der Detektorwellenlänge entwickelt und optimiert. Eine isokratische Elution der Proben wurde auf einer SOLAS 100 Å C18 150 mm × 4,6 mm, 5 μm-Säule mit einer mobilen Phase, die 75/25 Acetonitril/Wasser v/v enthielt, mit einer Flussrate von 1,5 ml/min unter Verwendung eines Ultraviolett-Geräts durchgeführt. sichtbarer (UV/Vis) Detektor, der bei 214 nm arbeitet. Die RP-HPLC-Methode wurde validiert, um die gesetzlichen Anforderungen zu erfüllen, die Spezifität, Genauigkeit, Bereich, Linearität, Präzision, Systemeignung und Robustheit umfassen. Die validierte Assay-Testmethode wurde erfolgreich zur Quantifizierung von Cannabidiol und Tetrahydrocannabinol in kommerziellen, mit Hanföl angereicherten Produkten wie Tabletten, Weichgelkapseln, Pflanzenextraktölen, oralen Tropfen, Tinkturen und Getränkeverstärkern eingesetzt. Alle Testergebnisse wurden gemäß den ICH-Richtlinien als akzeptabel befunden, und dies bestätigte die Machbarkeit dieser Methode für den vorgesehenen Einsatz bei der regelmäßigen Qualitätskontrolle und Bestimmung von Cannabidiol und Tetrahydrocannabinol in mit Hanföl angereicherten Produkten.

Da der Markt für mit Hanf angereicherte Produkte wächst, werden sich die Verbraucher der Qualitätsstandards, nach denen diese Produkte getestet werden, immer bewusster. Darüber hinaus sind bei medizinischem Cannabis genaue Tests wichtig, da die Patienten spezifische therapeutische Wirkungen fordern. Aus diesem Grund strebt die Hanf-/Cannabisindustrie immer genauere Tests zur Quantifizierung der Stärke und Reinheit dieser Produkte an. Cannabis ist eine Pflanze aus der Familie der Cannabaceae und enthält verschiedene natürliche Bestandteile. Insgesamt wurden 565 Verbindungen aus der C. sativa-Art isoliert und identifiziert, von denen 120 zur Kategorie der Cannabinoide gehören1,2. Cannabinoide gehören zu einer Gruppe terpenphenolischer Verbindungen mit 21 Kohlenstoffatomen und werden entsprechend ihrer chemischen Struktur weiter in 11 Untergruppen unterteilt. Dies sind 7 Verbindungen von Cannabidiol (CBD), 16 Verbindungen von Cannabigerol (CBG), 23 Verbindungen von ∆9-Tetrahydrocannabinol (∆9-THC), 5 Verbindungen von ∆8-Tetrahydrocannabinol (∆8-THC) und 11 Verbindungen von Cannabinol (CBN), 9 Verbindungen von Cannabichromen (CBC), 5 Verbindungen von Cannabielsoin (CBE), 2 Verbindungen von Cannabinodiol (CBND), 3 Verbindungen von Cannabicyclol (CBL), 9 Verbindungen von Cannabitriol (CBT) und die restlichen 30 Verbindungen gehören dazu Sonstiges Typ3. CBD, THC, CBG, CBN und CBC sind neutrale Cannabinoide und werden durch Decarboxylierungsreaktion ihrer jeweiligen natürlich vorkommenden Säureformen (CBDA, THCA, CBGA, CBNA und CBCA) synthetisiert. Von 120 Cannabinoiden sind CBD und THC die beiden wichtigsten Biomarker in kommerziellen Hanfölproben4. CBD (Abb. 1a), der pharmazeutische Wirkstoff (API), der in medizinischen Hanfölprodukten vorkommt, weist mehrere heilende Eigenschaften auf, wie z. B. antipsychotische, angstlösende, antiemetische, appetitanregende, schmerzstillende und muskelrelaxierende Eigenschaften Effekte5. Andererseits ist THC (Abb. 1b) der wichtigste psychoaktive Bestandteil von Cannabis und der Grund, warum Cannabis als Freizeitdroge konsumiert wird5. Gemäß dem US Farm Bill 2018 ist Hanf definiert als „die Pflanze Cannabis sativa L. und alle Teile dieser Pflanze, einschließlich der Samen davon und aller Derivate, Extrakte, Cannabinoide, Isomere, Säuren, Salze und Salze von Isomeren, ob.“ wachsend oder nicht, mit einer Delta-9-Tetrahydrocannabinol-Konzentration von nicht mehr als 0,3 Prozent auf Trockengewichtsbasis“6. Daher ist eine quantitative Methode zur gleichzeitigen Bestimmung von CBD und THC in Hanfprodukten von entscheidender Bedeutung. Die Zusammensetzung sowohl des CBD- als auch des THC-Gehalts hat einen starken Einfluss auf die Legalität und die physiologischen Wirkungen des Endprodukts.

(a) Cannabidiol und (b) Tetrahydrocannabinol – Strukturdarstellung von CBD und THC. Formel: C21H30O2; Molekulargewicht: 314,464 g/mol.

Eine umfangreiche Literaturrecherche ergab, dass es mehrere Analysemethoden zur Quantifizierung von Cannabinoiden in Cannabispflanzenextrakten gibt und die am häufigsten verwendeten Methoden Gaschromatographie (GC) in Verbindung mit Massenspektrometriedetektoren (MS) nutzen7,8,9,10,11,12,13 ,14. Die GC-Methode schränkt die Quantifizierung saurer Analoga aufgrund der Decarboxylierung aufgrund heißer Einlass- und Ofenbedingungen ein. Darüber hinaus erwies sich der Decarboxylierungsprozess als unvollständig und bereitete Schwierigkeiten bei der quantitativen Analyse. Bei der GC erfordert die Bestimmung saurer Cannabinoide umfangreiche Derivatisierungsschritte15, die für kommerzielle Labore zeitaufwändig und kostspielig sein können. Für die Quantifizierung sowohl saurer als auch neutraler Cannabinoide werden Methoden verwendet, die auf Hochleistungsflüssigkeitschromatographie (HPLC)16, Dünnschichtchromatographie (TLC)17, HPLC gekoppelt mit Massenspektrometrie (HPLC/MS)18 und ultrahochleistungsfähiger überkritischer Flüssigkeitschromatographie ( Über UHPSFC)19, Flüssigkeitschromatographie gekoppelt mit MS (LC-MS)20,21,22,23 und zentrifugale Verteilungschromatographietechniken24 wurde berichtet. Methoden zur quantitativen Bestimmung von CBD in reinem Isolat wurden ebenfalls bereits früher veröffentlicht25. Von allen Methoden wurde die HPLC-Methode als die einfachste identifiziert, da sie die Bestimmung sowohl saurer als auch neutraler Formen ermöglicht und selbst das System keine teuren MS-Detektoren erfordert. Es wurden mehrere Methoden veröffentlicht, die HPLC verwenden26,27,28,29,30,31 und die meisten dieser Methoden verwenden mobile Pufferphasen und Gradientenelutionstechniken32,33. Darüber hinaus demonstrieren diese Methoden die Trennung von Cannabinoidmischungen, die außer CBD und THC mehrere Cannabinoide enthalten28,34,35,36,37. Die einfachsten HPLC-Methoden nutzen isokratische Elutionstechniken, bei denen die mobile Phase nur aus organischen Modifikatoren besteht38,39. Die Hanfindustrie fordert die Entwicklung einfacher, robuster, genauer und effizienter Analysemethoden zur Quantifizierung der Hauptbestandteile wie CBD und THC, um mit den sich schnell ändernden regulatorischen Anforderungen dieser Branche Schritt zu halten. Hanföl wird derzeit zur Formulierung mehrerer neuartiger Konsumgüter und Nahrungsergänzungsmittel verwendet. Beispiele für solche Produkte sind Getränkeverstärker, Schokolade, Kapseln, topische Mittel, Backwaren, aber auch rezeptfreie Arzneimittel in Form von Tabletten, Tinkturen, Kapseln, oralen Tropfen und sublingualen Tropfen.

Hier demonstrieren wir die Machbarkeit der Umkehrphasen-HPLC-Methode (RP-HPLC) zur zuverlässigen und schnellen quantitativen Bestimmung von CBD und THC in Hanfölprodukten. Diese Methode verwendet isokratische Elution, wodurch die Methode in jedem Standard-HPLC-System durchgeführt werden kann. Außerdem funktioniert die Methode gut bei Umgebungstemperaturbedingungen und verwendet nur eine mobile Phase aus organischem Modifikator. Spezifität, Linearität, Genauigkeit, Bereich, Präzision und Robustheit der Analysemethode wurden gemäß den Validierungsanforderungen für Testmethoden bestimmt, die in der Qualitätsrichtlinie Q2(R1) des International Council for Harmonisation (ICH) „Validierung analytischer Verfahren: Test und Methodik“ festgelegt sind „ zur Quantifizierung von CBD und THC mittels Flüssigkeitschromatographie40.

Die RP-HPLC-Analyse wurde auf einem Jasco Extrema (JASCO, Inc., 28600 Mary's Court, Easton, Maryland 21601, USA) durchgeführt, das mit einem eingebauten Autosampler (AS-4150), einer quaternären Pumpe (PU-4180) und einem eingebauten Linienentgaser, Säulenofen (CO-4061), UV/Vis-Detektor (UV-4075) und eine Schnittstellenbox LC-NetII/ADC. Chromatografische Daten wurden mit der Software ChromNAV Ver.2 gesammelt und analysiert. Ein zweites HPLC-System (Agilent 1100-Serie), ausgestattet mit einem Detektor mit variabler Wellenlänge (G1314A VWD), einem Autosampler (G1313A) und einem isokratischen Pumpensystem (G1310A). Dieses System wurde mit einer Chemstation-Software (Agilent Technologies) automatisiert und wurde für Zwischenpräzisionstests (Wiederholbarkeit) und Datenerfassung verwendet. Chromatographische Trennungen wurden unter Verwendung einer SOLAS 100 Å C18 150 mm × 4,6 mm 5 µm-Säule (Glantreo Limited, Irland) erreicht. Verschiedene HPLC-Säulen wie SOLAS ODS C18 150 mm × 4,6 mm 5 µm, SOLAS ODS C18 150 mm × 4,6 mm 3 µm, SOLAS BDS C18 150 mm × 4,6 mm 5 µm, SOLAS BDS C18 150 mm × 4,6 mm 3 µm und EIROSHELL Für diesen Methodenentwicklungszweck wurden C18 150 mm × 4,6 mm 2,6 µm (Glantreo Limited) verwendet. Jede Chemikalie und jede Testprobe wurde mit einer Analysenwaage (Adventurer Pro AS214, Ohaus Corporation, Pine Brook, NJ, USA) genau gewogen.

Es wurden alle Reagenzien und Chemikalien in HPLC- oder Analysequalität verwendet, einschließlich Acetonitril von Alfa Aesar (Thermo Fisher Scientific, Lancashire, Vereinigtes Königreich) und destilliertes Wasser aus der hauseigenen Anlage. Die Referenzstandards für Cannabidiol (CBD) und Δ9-Tetrahydrocannabinol (Δ9-THC oder THC) wurden kommerziell von Cerilliant (Cerilliant Corporation, Round Rock, Texas, USA) erworben. Die Phytocannabinoidmischung 10 wurde von Cayman Chemical (Cayman Chemical Company, 1180 East Ellsworth Road, Ann Arbor, Michigan 48108 USA) gekauft. Prism Science LLC, 30403 Kings Valley Dr., Conifer, CO 80433 stellte freundlicherweise CBD-Tabletten (Santeer LUV 5 mg CBD Tablets-Medium) und Placebo-Tabletten zum Testen zur Verfügung. Millex-LCR PTFE 0,45 µm-Membranfilter wurden von Merck Millipore Ltd., Tullagreen, Carrigtwohill, Co. Cork, Irland, gekauft.

Es wurde eine mobile Phase aus Acetonitril und Wasser 75/25 v/v mit einer isokratischen Flussrate von 1,5 ml/min verwendet. Die Säulentemperatur wurde bei 25 °C gehalten und die Detektion erfolgte bei 214 nm. 10 µL Standard- und Probenlösungen wurden in das HPLC-System injiziert, wobei eine Laufzeit von 10 Minuten für CBD-Standard und 20 Minuten für Systemeignung und Testproben verwendet wurde. Zur Methodenentwicklung wurden 20 µL der Arbeitsstandardlösung Phytocannabinoidmischung 10 in das HPLC-System injiziert.

Stammstandardlösungen mit 100 µg/ml CBD und 100 µg/ml THC wurden durch getrenntes Auflösen von 1,0 ml CBD- und THC-Referenzstandards in 10 ml Acetonitril in Messkolben hergestellt. 1,0 ml THC-Standardstammlösung wurden mit 10 ml Acetonitril verdünnt und als endgültiger Standardstammlösung mit 10 µg/ml THC verwendet.

Um die Parameter der chromatographischen Methode zu optimieren, wird eine Arbeitsstandardlösung mit 10 µg/ml CBD verwendet, die durch Verdünnen von 1,0 ml CBD-Stammstandard auf 10 ml mit Acetonitril hergestellt wird. Es wurde eine 25-µg/ml-Phytocannabinoid-Mischung-10-Arbeitsstandardlösung verwendet, die durch Verdünnen von 1,0 ml einer 250-µg/ml-Standardlösung auf 10 ml mit Acetonitril hergestellt wurde. Es wurden mobile Phasen mit einem Acetonitril/Wasser-Gehalt von 60/40 V/V bis 80/20 V/V berücksichtigt und Durchflussraten von 1,5 ml/min und 2,0 ml/min untersucht. Nach der Optimierung der Parameter der mobilen Phase und der Flussrate wurden die Tests bei verschiedenen Wellenlängen durchgeführt (214 nm, 228 nm, 230 nm, 240 nm, 280 nm und 305 nm). Getestet wurden chromatographische Säulen von 150 × 4,6 mm mit unterschiedlicher Partikelgröße und Säulenchemie. Die berücksichtigten Säulen waren SOLAS C18 5 µm, SOLAS ODS 5 µm und 3 µm, SOLAS BDS 5 µm und 3 µm und EIROSHELL C18 2,6 µm. Für die Endprüfung wurde die Chromatographiesäule ausgewählt, die eine bessere Trenneffizienz zeigte.

1,0 ml CBD- und THC-Stammstandardlösungen wurden mit 10 ml Acetonitril in einem Messkolben verdünnt (Standardmischung mit einer Konzentration von jeweils 10 µg/ml CBD und 1 µg/ml THC) und für die Testmethode verwendet. Diese Lösung wurde für Systemeignungstests verwendet, bei denen sechs Injektionen in der HPLC durchgeführt wurden und die Plattenzahl, der Tailing-Faktor, die Auflösung und die Reproduzierbarkeit (Prozent RSD der Retentionszeit, Peakfläche und Höhe für sechs Injektionen) bestimmt wurden.

Die Linearität des Assays wurde durch die Herstellung von fünf Standardlösungen im Bereich von 50–150 % der nominalen Probenkonzentration (0,1 mg/ml) nachgewiesen. Jede Lösung wurde durch Reihenverdünnung aus einer einzigen Stammlösung (5–15 µg/ml für CBD und 0,5–1,5 µg/ml für THC) hergestellt und in dreifacher Ausfertigung injiziert. Die lineare Regressionsanalyse wurde durchgeführt, ohne den Ursprung als Datenpunkt zu berücksichtigen.

Für die Spezifität wurden nicht angereicherte Placebo-Lösungen hergestellt, indem das Placebo-Äquivalent zu einem Placebo-Mischtablettengewicht abgewogen wurde (wog 20 Tabletten und berechnete das Durchschnittsgewicht), in einen 50-ml-Messkolben überführt, 35 ml Acetonitril hinzugefügt und 20 Minuten lang beschallt. Mit Acetonitril auf das Volumen verdünnt und gut gemischt (nicht dotierte Placebo-Stammlösung). 1,0 ml dieser Lösung wurden mit Acetonitril auf 10 ml verdünnt, gut gemischt und in ein Autosamplerfläschchen filtriert, nachdem 2,0 ml Filtrat mit einer 0,45-µm-Millex-PTFE-Filtereinheit verworfen wurden. Das Placebopräparat wurde doppelt injiziert. Es wurden zwei getrennte versetzte Lösungen hergestellt, die den Wirkstoff zu 100 % enthielten, indem nicht versetzte Placebo-Stammlösung separat vorbereitet und 1,0–10 ml mit Acetonitril verdünnt wurde, 1,0 ml CBD-Stammstandardlösung und 1,0 ml THC-Endstammlösung hinzugefügt, gut gemischt und hineinfiltriert wurden Autosampler-Fläschchen nach Entsorgen von 2,0 ml Filtrat mit einer 0,45 µm Millex PTFE-Filtereinheit. (Spitzenkonzentration: CBD – jeweils 10 µg/ml und THC – jeweils 1 µg/ml). Die aufgestockten Proben wurden zweimal injiziert, um die Spezifität zu bestätigen.

Der Bereich für die Testmethode wurde durch die Analyse von Placebolösungen nachgewiesen, die in einem Bereich zwischen 50 und 150 % der nominalen Probenkonzentration der Methode von CBD (10 µg/ml) und THC (1 µg/ml) versetzt waren. Bei jedem der fünf Konzentrationsniveaus wurden drei Gewichte hergestellt und jede Lösung dreifach analysiert. Die lineare Regressionsanalyse wurde durchgeführt, ohne den Ursprung als Datenpunkt zu berücksichtigen.

Die Genauigkeit und Wiederfindung der Testmethode wurde durch die Analyse von Daten validiert, die während des Bereichsabschnitts der Validierung aus dotierten Placebolösungen gewonnen wurden. Die prozentuale Wiederfindung jedes einzelnen Probengewichts und der Durchschnitt bei jedem Konzentrationsniveau wurden bestimmt.

Aus Präzisionsgründen werden Testprobenlösungen wie folgt vorbereitet:

Fünf Tabletten (mindestens) wurden genau abgewogen, das durchschnittliche Tablettengewicht wurde berechnet und dann wurden die Tabletten zu feinem Pulver gemahlen. Eine abgewogene Probe, die 5 mg CBD entspricht, wurde in einen 50-ml-Messkolben überführt. Ungefähr 35 ml Acetonitril wurden zugegeben und die resultierende Lösung wurde 15 Minuten lang unter gelegentlichem Schütteln mit Ultraschall behandelt. Anschließend wurden die Proben mit Acetonitril auf ihr Volumen verdünnt und gut gemischt. 1,0 ml dieser Lösung wurde mit Acetonitril auf 10 ml verdünnt, gut gemischt und ein Teil durch das Millex PTFE 0,45 µm Probenfiltrationskit in HPLC-Fläschchen filtriert, nachdem die anfänglichen 2 ml Probenlösung verworfen wurden. Nach diesem Verfahren wurde berechnet, dass die Probe 10 µg/ml CBD enthielt. Anschließend wurden 10 µL der Probenlösungen in ein HPLC-System injiziert.

Für die Präzision der Methode (Wiederholbarkeit) wurden für jede Probe sechs Testproben vorbereitet und die prozentuale Angabe von CBD und THC auf der Etikette bestimmt. Die mittlere Präzision der Methode wurde durch die erneute Durchführung des Wiederholbarkeitsexperiments mit einem zweiten Analytiker nachgewiesen. Dieser Analytiker verwendete andere Lösungszubereitungen, Reagenzien, Betriebsbedingungen, Säulen und HPLC-Systeme und testete an anderen Tagen als der erste Analytiker.

Die Robustheit der Methode wurde durch Variation der chromatographischen Parameter ermittelt, um die Zuverlässigkeit der vorgeschlagenen Analysemethode bei normaler Verwendung anzuzeigen. Die berücksichtigten chromatographischen Parameter waren die Variation der Zusammensetzung der mobilen Phase, der Säulenofentemperatur und der Flussrate der mobilen Phase. In der mobilen Phase erhöhte sich die Zusammensetzung der Hauptkomponente um 5 % bzw. 10 %, die Temperatur des Säulenofens wurde um 5 °C erhöht und verringert und die Durchflussrate wurde um 10 % bzw. 25 % gegenüber der vorgeschlagenen Methodenbedingung erhöht bzw. verringert. Die Systemeignungsstandardlösung wurde bei jeder Parameteränderung doppelt injiziert.

Die Assay-Methode wurde gemäß den ICH-Richtlinien hinsichtlich Systemeignung, Linearität, Spezifität, Genauigkeit, Bereich, Präzision (Wiederholbarkeit und Zwischenpräzision) und Robustheit entwickelt und validiert.

Der Schwerpunkt unserer Forschung lag auf der Entwicklung einer neuen Analysemethode zur gleichzeitigen Bestimmung von CBD und THC in mit Hanföl angereicherten Produkten. Darüber hinaus kann die hier vorgeschlagene Methode in kommerziellen Labors für Arzneimitteltests, in der pharmazeutischen Industrie und in Forschungslabors als Standardverfahren zur Qualitätskontrolle eingesetzt werden. Die Optimierung der chromatographischen Bedingungen spielt eine wichtige Rolle für den genauen Nachweis und die Quantifizierung von Analyten in HPLC-Techniken. Mobile Phasen mit unterschiedlichen Prozentsätzen an Acetonitril (60, 70, 75 und 80 %, v/v) wurden untersucht und die Elutionszeit für CBD sowie die Auflösung zwischen CBD und CBG notiert. Beim Testen verschiedener mobiler Phasenzusammensetzungen wurden eine Flussrate von 2,0 ml/min und eine Detektionswellenlänge von 214 nm verwendet. Zur Identifizierung des CBN in der Phytocannabinoidmischung wurde eine Detektionswellenlänge von 305 nm verwendet, da CBN bei 305 nm einen starken Peak erzeugt. Aufgrund der Testergebnisse empfehlen wir eine Konzentration der mobilen Phase von 75/25 v/v Acetonitril/Wasser. Die Flussraten von 1,5 ml/min und 2,0 ml/min wurden verglichen und die Flussrate auf 1,5 ml/min festgelegt, wobei CBD mit besserer Effizienz eluierte. Verschiedene Wellenlängen (214 nm, 228 nm, 230 nm, 240 nm, 280 nm und 305 nm) wurden überprüft und die Spitzenintensität für CBD notiert. Verschiedene Chromatographiesäulen mit den Säulenabmessungen 150 mm × 4,6 mm wurden auf ihre Fähigkeit getestet, CBD und THC von anderen Cannabinoiden zu trennen. Alle getesteten Säulen wurden von Glantreo Limited unter Verwendung der hauseigenen Silica-Technologieplattform hergestellt und umfassen SOLAS 100 Å C18 5 µm, SOLAS ODS 5 µm und 3 µm, SOLAS BDS 5 µm und 3 µm sowie EIROSHELL C18 2,6 µm. Alle Testergebnisse wurden tabellarisch aufgeführt und in Tabelle 1a–c dargestellt.

Aus Tabelle 1a geht klar hervor, dass eine mobile Phase aus 75/25 v/v Acetonitril/Wasser mit einer Flussrate von 1,5 ml/min eine Elution des CBD-Peaks mit besserer Effizienz und auch mit vergleichsweise besserer Trennung von CBG ermöglicht. Tabelle 1b zeigte, dass die Detektorwellenlängen von 214 nm und 228 nm geeignet waren, da bei höheren Wellenlängen eine deutliche Verringerung der Stärke der Spitzenintensität für CBD beobachtet wurde. Bei dieser Methode wurde 214 nm als optimale Wellenlänge angesehen, da CBD bei dieser Wellenlänge mit höherer Spitzenintensität und besserer Effizienz eluiert (Tabelle 1b). Tabelle 1c zeigt, dass die SOLAS C18 150 mm × 4,6 mm 5 µm-Säule eine Well-Trennung für die Phytocannabinoid-Mischung 10 mit einer besseren Auflösung zwischen CBG und CBD im Vergleich zu den SOLAS ODS 5 µm, BDS 5 µm und EIROSHELL 2,6 µm C18-Säulen zeigte. Darüber hinaus zeigte die SOLAS C18 150 mm × 4,6 mm 5 µm-Säule eine höhere Effizienz hinsichtlich der Anzahl der theoretischen Böden für CBD und auch mit einer CBD-Peak-Symmetrie ≤ 1,5.

Ein Systemeignungstest wurde für eine Standardmischung mit 10 µg/ml CBD und 1 µg/ml THC durchgeführt und sechs Replikatinjektionen wurden in beiden HPLC-Systemen (Agilent 1100 und Jasco Extrema HPLCs) durchgeführt. Die beobachteten RSD-Werte für Retentionszeit, Peakfläche und Peakhöhe liegen deutlich innerhalb der festgelegten Grenzen der Akzeptanzkriterien von weniger als 1 %. Für den Test wurden theoretische Platten (N), USP-Tailing-Faktor (T), Kapazitätsfaktor, USP-Auflösung (Rs) zwischen CBD und THC und relative Retentionszeit (RRT) von THC bestimmt. Die Ergebnisse sind in Tabelle 2a zusammengefasst und alle Ergebnisse liegen innerhalb der in Tabelle 2a genannten akzeptablen Grenzen. Ein typisches Systemeignungschromatogramm ist in Abb. 2 dargestellt.

Systemeignungschromatogramm der CBD- und THC-Standardmischung (10 µg/ml CBD und 1 µg/ml THC) für den Test.

Die Linearität der Peakflächenreaktion für CBD und THC wurde für die Testmethode durch Analyse der Standardmischung mit Reihenverdünnungen von 50 bis 150 % der Methodenkonzentration (10 µg/ml für CBD und 1 µg/ml für THC) bestimmt. Die lineare Regressionsanalyse wurde durchgeführt, ohne den Ursprung als Datenpunkt zu berücksichtigen. Sowohl für CBD als auch für THC wurde festgestellt, dass der RSD-Prozentsatz für die Peakfläche für die dreifachen Injektionen weniger als 1,0 % betrug und lineare Reaktionen mit r2 > 0,999 zeigte (Tabelle 2b). Ein Diagramm der Konzentration gegenüber der Peakflächenreaktion (Intensität) ist in Abb. 3 dargestellt. Ein Diagramm der Residuen gegenüber der Analytkonzentration ist in Abb. 3 dargestellt.

Linearitäts- und Residuendiagramme für die Validierung der CBD- und THC-Testmethoden (a) Residuendiagramm für CBD, (b) Residuendiagramm für THC, (c) Testlinearitätsdiagramm für THC und (d) Testlinearitätsdiagramm für CBD.

Placebo-Proben wurden durch Abwiegen einer geeigneten Menge Placebo (das Placebo bleibt 100 % der Methodenkonzentration) in Bezug auf die in der zu validierenden Methode angegebene Konzentration vorbereitet. Das Placebopräparat wurde doppelt injiziert. Es wurden zwei getrennte versetzte Lösungen hergestellt, die den Wirkstoff zu 100 % enthielten. Zur Bestätigung der Spezifität wurden die aufgestockten Proben zweimal injiziert. Beispielchromatogramme von Verdünnungsmittel-Blindproben, nicht aufgestockten Placebo-Präparaten und aufgestockten Placebo-Präparaten sind in Abb. 4 dargestellt. Abbildung 4 zeigt die Selektivität dieser Methode, da keine störenden Peaks von Verdünnungsmittel und Placebo beobachtet wurden. Zusätzlich wurde nach jeder 10. Probeninjektion (vor der Injektion des Kontrollstandards) und am Ende jeder chromatographischen Sequenz ein Leerprobenlösungsmittel (Acetonitril) injiziert, um das Vorhandensein einer Verschleppung zu bewerten, da diese Methode auf isokratische Elution folgt. Diese Leerproben-Lösungsmittelinjektionen wurden als Vorsichtsmaßnahme auch in die chromatographische Sequenz der routinemäßigen Analyse von mit Hanföl infundierten Proben einbezogen, um die Auswirkungen etwaiger angesammelter spät eluierender Verunreinigungen in der Säule zu minimieren. Die Chromatogramme für diese Leerproben-Lösungsmittelinjektionen zeigten das Fehlen jeglicher Peaks im Zusammenhang mit Cannabinoid-Metaboliten oder unbekannten Verunreinigungen bei den Retentionszeiten von CBD und THC, was wiederum das Fehlen einer Anreicherung nicht zurückgehaltener Verbindungen auf der Säule beweist.

Spezifitätschromatogramme von (a) Verdünnungsleerproben, (b) nicht versetzten Placebo- und (c) versetzten Placebo-Proben des CBD- und THC-Assays.

Placebo-Lösungen, versetzt mit Probenkonzentrationen im Bereich von 50 bis 150 % der Methodenkonzentration, wurden in dreifacher Ausfertigung hergestellt. Von jedem Präparat wurden drei Injektionen durchgeführt und eine lineare Regressionsanalyse durchgeführt, ohne den Ursprung als Datenpunkt zu berücksichtigen. Sowohl CBD- als auch THC-Standards zeigen eine ausgezeichnete lineare Reaktion (r2 > 0,999 (Tabelle 2b). Außerdem betrug der Prozentsatz des RSD für die durchschnittlichen Flächenreaktionen für die dreifachen Injektionen und für jede Konzentrationsstufe (n = 9, wobei n die Anzahl der durchgeführten Injektionen ist). Es wurde festgestellt, dass die Konzentration weniger als 2,0 % betrug (Tabelle 2b). Ein Diagramm der Konzentration gegenüber der Flächenreaktion ist in Abb. 5 dargestellt. Ein Diagramm der Residuen gegenüber der Analytkonzentration ist in Abb. 5 dargestellt.

Konzentrations-gegen-Flächen-Reaktionsdiagramm von (a) CBD und (b) THC zur Genauigkeits- und Bereichsprüfung des Tests.

Es wurde die prozentuale Erholung bei jeder einzelnen mit Dotierungen versehenen Placeboprobe und der Durchschnitt bei jedem Konzentrationsniveau berechnet. Die Ergebnisse sind in Tabelle 2b aufgeführt. Die prozentuale Erholung der versetzten Placebos betrug 100–105 % für CBD und 98–100 % für THC (Akzeptanzkriterien: 90–110 % gemäß ICH-Richtlinien40) für den Durchschnitt jedes Satzes von drei Gewichten. Die Wiederfindung jeder einzelnen Probe lag ebenfalls im Bereich von 90–110 %. Die Gewinnungsdaten zeigen die hohe Extraktionseffizienz für CBD und THC dieser Methode.

Die Präzision der Methode (Wiederholbarkeit) wurde durch die Herstellung von sechs Probenlösungen aus den Tabletten für eine Konzentration von 10 µg/ml CBD ermittelt, wobei das Äquivalent von 5 mg CBD eingewogen wurde. Jedes Präparat wurde zweimal injiziert und die Testwerte berechnet. Die Ergebnisse einschließlich der prozentualen RSD-Werte von CBD und THC für Wiederholbarkeit und Zwischenpräzision sind in Tabelle 2b dargestellt. Die prozentualen RSD-Werte für CBD und THC liegen unter 2,0 %. Die Chromatogramme einer typischen Standard- und Probenlösung (5 mg) sind in Abb. 6 dargestellt. Das Probenchromatogramm wurde mit den Chromatogrammen von Standard, Placebo und Blindprobe verglichen. Da CBG im Chromatogramm der Hanfölprobe offenbar leicht mit CBD überlappte, war die Trennung dennoch deutlich, um eine ordnungsgemäße Integration zu ermöglichen. Die mittlere Präzision der Methode wurde durch die Wiederholung des Wiederholbarkeitsexperiments mit einem zweiten Analytiker nachgewiesen. Dieser Analytiker verwendete andere Lösungszubereitungen, Reagenzien, Betriebsbedingungen, Säulen und HPLC-Systeme und testete an anderen Tagen als der erste Analytiker. Alle Akzeptanzkriterien wurden erfüllt (Der prozentuale RSD der Testwerte sollte nicht mehr als 2,0 % betragen. Der prozentuale RSD der kombinierten Testwerte beider Analysten sollte gemäß ICH-Richtlinien nicht mehr als 3,0 % betragen).

(a) Standard- und (b) Probenchromatogramme aus Präzisionstests zur Validierung der CBD- und THC-Analysemethoden.

Die Robustheit der Methode wurde durch Variation der Zusammensetzung, Temperatur und Flussrate der mobilen Phase von den in der vorgeschlagenen Methode angegebenen Parametern nachgewiesen. Ein Systemeignungsstandard (10 µg/ml CBD und 1,0 µg/ml THC) wurde vorbereitet und bei jeder Parameteränderung doppelt injiziert. Diese Lösung wurde zur Durchführung des Robustheitstests verwendet und jede Parameteränderung wurde faktorweise getestet. Die Retentionszeit (RT), die theoretischen Böden (N), der Tailing-Faktor (T), der Kapazitätsfaktor (k), die Auflösung zwischen CBD und THC (Rs) und die relative Retentionszeit (RRT) für THC sind in Tabelle 3 aufgeführt. Die Untersuchung der Ergebnisse aus Tabelle 3 lässt darauf schließen, dass die Schwankung der Konzentration der mobilen Phase ein kritischer Parameter ist, da eine 5- bzw. 10-prozentige Abnahme des Volumens der Hauptkomponente (Acetonitril) in der Zusammensetzung der mobilen Phase zu einer Elution von THC führt, die nicht innerhalb des Methodendurchlaufs erfolgt Zeit. Außerdem führt eine 5- bzw. 10-prozentige Erhöhung der Hauptkomponente in der Zusammensetzung der mobilen Phase zu einer schlechten Effizienz (reduzierte theoretische Bodenwerte, siehe Tabelle 3). Schwankungen der Säulenofentemperatur zeigen keine Schwankung der System- oder Säuleneffizienzparameter.

Darüber hinaus wurde die Lösungsstabilität für 48 Stunden ermittelt, indem die Systemeignung von Standardlösungen zweimal getestet wurde, indem ein frisch zubereiteter Standard verwendet, die Lösungen 24 Stunden lang bei Raumtemperatur aufbewahrt, die Lösungen 24 Stunden lang bei 0–8 °C aufbewahrt und die Lösung aufbewahrt wurde bei Raumtemperatur für 48 Stunden. Die Ergebnisse zeigen eine vernachlässigbar kleine Variation der Spitzenflächenabsorptionswerte und beweisen die Standardlösungsstabilität von 48 Stunden bei Raumtemperatur. Außerdem wurde eine alte Säule getestet, bei der mehr als 500 Injektionen durchgeführt wurden, und es wurde festgestellt, dass im Vergleich zur neuen Säule ein höheres Tailing und ein höherer Gegendruck festgestellt wurden, was darauf hindeutet, dass die ungefähre Lebensdauer dieser HPLC-Säule (SOLAS 100 Å C18, 150 mm × 4,6 mm, 5 µm) weniger als 500 Injektionen beträgt .

Die Eignung dieser validierten Methode wurde anhand einer breiten Palette von mit Hanföl angereicherten Tabletten untersucht, die von Prism Science LLC, 30403 Kings Valley Dr., Conifer, CO 80433, bereitgestellt wurden. Die Proben umfassten Santeer LUV 2,5 mg, 5 mg und 10 mg PET-Tabletten , Santeer FOCUS und RENEW 5 mg CBD-Tabletten und Santeer DREAM 10 mg CBD-Tabletten. Anschließend wurde diese Methode zur Quantifizierung von CBD und THC in verschiedenen mit Hanföl angereicherten Produkten angewendet und in einem von Analakkattillam et al.41 veröffentlichten Artikel vorgestellt. Die getesteten Proben bestanden aus Tabletten, Kapseln, Tinkturen, Tropfen zum Einnehmen, Getränkeverstärkern und Pflanzenextraktölen. Darüber hinaus erwies sich diese Methode als geeignet, CBD und THC in komplexen Matrizen zu quantifizieren, beispielsweise in mit Hanföl angereicherten Schokoladen, bei denen die Cannabinoide mithilfe der QuEChERS-Extraktionsmethode extrahiert wurden42,43. Darüber hinaus setzt Glantreo Limited diese Testmethode derzeit zur Prüfung von mit kommerziellem Hanföl angereicherten Proben als Qualitätskontrollverfahren ein.

Die Eignung der Effizienz dieser Methode zur Quantifizierung von CBD und THC wurde anhand der Rückgewinnungsdaten für CBD und THC verglichen, die in verschiedenen veröffentlichten Artikeln berichtet wurden, in denen die HPLC-Technik zum Einsatz kam (Ergänzungstabelle S1). Die Ergänzungstabelle S1 zeigte deutlich, dass 10 von 17 Methoden eine Gradientenelution verwendeten4,26,28,29,30,31,32,35,36,37 und bei den übrigen 7 Methoden eine isokratische Elution auftrat, vier Methoden verwendeten eine Säure oder Base oder salzhaltige mobile Phase16,27,33,34. Eine isokratische Elutionsmethode verwendet eine Säulenofentemperatur von 40 °C und war ursprünglich eine Ultrahochleistungs-Flüssigkeitschromatographiemethode25, während bei der anderen isokratischen Methode eine Säulenofentemperatur von 55 °C und ein Autosampler-Thermostat von 4 °C verwendet wurden39. Die einzige Methode, die sich als einfach erwies, verwendete 85 % Methanol als mobile Phase und mit einer verkürzten Laufzeit von 10 Minuten, aber die Methode zeigte eine CBD-Rückgewinnung von 97,1 % und eine THC-Rückgewinnung von 99,3 %, während unsere Methode eine 105,2 %-Rückgewinnung für CBD und 100,2 % zeigte % Wiederfindung für THC41. Darüber hinaus wurde bei der Durchführung der Assay-Tests für die in der veröffentlichten Arbeit erwähnten Proben41 zunächst Acetonitril als Extraktionslösungsmittel verwendet. Bei den Proben, bei denen festgestellt wurde, dass der CBD-Gehalt im Vergleich zu den Angaben auf dem Etikett sehr niedrig war, wurde die Analyse mit Methanol als Extraktionslösungsmittel durchgeführt. Für die Proben, bei denen kein CBD nachgewiesen wurde, wurde zusätzlich eine Extraktion mit der QuEChERS-Extraktionsmethode42,43 durchgeführt, um die Extraktionseffizienz von Acetonitril und/oder Methanol zu bestätigen. Die Assay-Testergebnisse waren sowohl für Acetonitril- als auch für Methanolextraktionen vergleichbar, wobei sich Acetonitril als geeigneter erwies.

Die genaue Quantifizierung von Verbindungen wie Cannabinoiden, bei denen die Produkte psychotische Moleküle wie THC enthalten, erfordert, dass Labore über erschwingliche und leicht anwendbare validierte Verfahren verfügen. Die Menge an THC in einem Produkt bestimmt die gesetzliche Beschränkung für dieses Produkt. Die hier validierte und vorgestellte Assay-Testmethode ermöglicht die quantitative und gleichzeitige Bestimmung von CBD und THC in mit Hanföl angereicherten Produkten in einer Laufzeit von 20 Minuten. Die Methode verwendet eine einzelne Wellenlänge von 214 nm und die Tests können mit allen herkömmlichen Standard-RP-HPLC- und UV-sichtbaren Detektoren durchgeführt werden. Darüber hinaus verwendet die Methode nur organische Lösungsmittel für Standard und Zubereitung, und für die mobile Phase wurde ein einziger organischer Modifikator ohne pH-Anpassung verwendet, und die Tests erfolgen nach einer isokratischen Elution. Aufgrund der Einfachheit und Konsistenz kann diese Methode von jedem Analytiker mit grundlegenden HPLC-Kenntnissen angewendet werden. Die Methode erwies sich als selektiv, präzise, ​​linear und genau im Bereich von 50 % bis 150 % der Nennkonzentration für Tablettenstärken. Die Methode erwies sich als robust gegenüber den etablierten kritischen Parametern wie Konzentrationsänderungen der mobilen Phase und Flussrate.

Die Autoren bestätigen, dass die Daten, die die Ergebnisse dieser Studie stützen, auf Anfrage beim entsprechenden Autor Dr. Eric Moore ([email protected]) erhältlich sind.

Umkehrphasen-Hochleistungsflüssigkeitschromatographie

Cannabidiol

Tetrahydrocannabinol

Relative Standardabweichung

Qualitätskontrolle

Internationaler Rat für Harmonisierung

Pharmakopöe der Vereinigten Staaten

ElSohly, MA et al. Veränderungen der Cannabisstärke in den letzten zwei Jahrzehnten (1995–2014): Analyse aktueller Daten in den Vereinigten Staaten. Biol. Psychiatrie. 79, 613–619. https://doi.org/10.1016/j.biopsych.2016.01.004 (2016).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

ElSohly, MA, Radwan, MM, Gul, W., Chandra, S. & Galal, A. Phytochemie von Cannabis sativa L. Phytocannabinoide https://doi.org/10.1007/978-3-319-45541-9_1 (2017 ).

Artikel Google Scholar

Radwan, MM, Wanas, AS, Chandra, S. & ElSohly, MA Natürliche Cannabinoide von Cannabis und Analysemethoden. In Cannabis sativa L. – Botanik und Biotechnologie (Hrsg. Chandra, S., Lata, H., ElSohly, MA) 161–182 (Springer International Publishing, 2017). https://doi.org/10.1007/978-3-319-54564-6_7.

Zivovinovic, S., Alder, R., Allenspach, MD & Steuer, C. Bestimmung von Cannabinoiden in Proben von Cannabis sativa L. für Freizeit-, medizinische und forensische Zwecke durch Umkehrphasen-Flüssigkeitschromatographie-Ultraviolett-Detektion. J. Anal. Wissenschaft. Technol. 9, 27. https://doi.org/10.1186/s40543-018-0159-8 (2018).

Artikel CAS Google Scholar

Mechoulam, R. Cannabinoide als Therapeutika (Springer, 2005). https://doi.org/10.1007/3-7643-7358-X.

Buchen Sie Google Scholar

USC-Kodex der Vereinigten Staaten. Ausgabe 2015. Titel 7 – Landwirtschaft, Kapitel 88 – Forschung, Unterkapitel VII – Verschiedene Forschungsbestimmungen, Abschnitt. 5940 – Legitimität der industriellen Hanfforschung. Im USGP-Büro, Vereinigte Staaten. 1688 (Hrsg. USGP Office) (2015).

Villamor, JL, Bermejo, AM, Tabernero, MJ & Fernandez, P. Bestimmung von Cannabinoiden in menschlichem Haar mittels GC/MS. Anal. Lette. 37(3), 517–528. https://doi.org/10.1081/AL-120028624 (2004).

Artikel CAS Google Scholar

Santos, NA et al. Analyse isomerer Cannabinoidstandards und Cannabisprodukte mittels UPLC-ESI-TWIM-MS: Ein Vergleich mit GC-MS und GC× GC-QMS. J. Braz. Chem. Soc. 30(1), 60–70. https://doi.org/10.21577/0103-5053.20180152 (2019).

Artikel CAS Google Scholar

Lachenmeier, DW, Kroener, L., Musshoff, F. & Madea, B. Bestimmung von Cannabinoiden in Hanflebensmitteln durch Verwendung von Headspace-Festphasen-Mikroextraktion und Gaschromatographie-Massenspektrometrie. Anal. Bioanal. Chem. 378(1), 183–189. https://doi.org/10.1007/s00216-003-2268-4 (2004).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Rodrigues, A., Yegles, M., Van Elsué, N. & Schneider, S. Bestimmung von Cannabinoiden im Haar von Verbrauchern von CBD-reichen Extrakten mittels Gaschromatographie mit Tandem-Massenspektrometrie (GC/MS–MS). Forensische Wissenschaft. Int. 292, 163–166. https://doi.org/10.1016/j.forsciint.2018.09.015 (2018).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Cardenia, V., Gallina Toschi, T., Scappini, S., Rubino, RC & Rodriguez-Estrada, MT Entwicklung und Validierung einer schnellen Gaschromatographie-/Massenspektrometrie-Methode zur Bestimmung von Cannabinoiden in Cannabis sativa LJ Food Drug Anal. 26(4), 1283–1292. https://doi.org/10.1016/j.jfda.2018.06.001 (2018).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Leghissa, A., Hildenbrand, ZL, Foss, FW & Schug, KA Bestimmung von Cannabinoiden aus einer Ersatzhopfenmatrix mittels Mehrfachreaktionsüberwachungsgaschromatographie mit Triple-Quadrupol-Massenspektrometrie. J. Sep. Sci. 41(2), 459–468. https://doi.org/10.1002/jssc.201700946 (2018).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Hillig, KW & Mahlberg, PG Eine chemotaxonomische Analyse der Cannabinoidvariation in Cannabis (Cannabaceae). Bin. J. Bot. 91(6), 966–975. https://doi.org/10.3732/ajb.91.6.966 (2004).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Karschner, EL, Barnes, AJ, Lowe, RH, Scheidweiler, KB & Huestis, MA Validierung einer zweidimensionalen Gaschromatographie-Massenspektrometriemethode zur gleichzeitigen Quantifizierung von Cannabidiol, Δ9-Tetrahydrocannabinol (THC), 11-Hydroxy-THC, und 11-Nor-9-Carboxy-THC im Plasma. Anal. Bioanal. Chem. 397(2), 603–611. https://doi.org/10.1007/s00216-010-3599-6 (2010).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Dussy, FE, Hamberg, C., Luginbühl, M., Schwerzmann, T. & Briellmann, TA Isolierung von Δ9-THCA-A aus Hanf und analytische Aspekte zur Bestimmung von Δ9-THC in Cannabisprodukten. Forensische Wissenschaft. Int. 149(1), 3–10. https://doi.org/10.1016/j.forsciint.2004.05.015 (2005).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Deidda, R. et al. Analytische Qualität durch Design: Entwicklung und Kontrollstrategie für eine LC-Methode zur Bewertung des Cannabinoidgehalts in Cannabis-Olivenölextrakten. J. Pharm. Biomed. Anal. 166, 326–335. https://doi.org/10.1016/j.jpba.2019.01.032 (2019).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Sherma, J. & Rabel, F. Dünnschichtchromatographie bei der Analyse von Cannabis und seinen Bestandteilen sowie synthetischen Cannabinoiden. J. Liq. Chromatogr. Relat. Technol. 42(19–20), 613–628. https://doi.org/10.1080/10826076.2019.1663529 (2019).

Artikel CAS Google Scholar

Aizpurua-Olaizola, O. et al. Identifizierung und Quantifizierung von Cannabinoiden in Cannabis sativa L.-Pflanzen mittels Hochleistungsflüssigchromatographie-Massenspektrometrie. Anal. Bioanal. Chem. 406(29), 7549–7560. https://doi.org/10.1007/s00216-014-8177-x (2014).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Isaac, G. et al. Ultrahochleistungsanwendungen der überkritischen Flüssigkeitschromatographie für die Analyse von Naturstoffen. Planta Med. Int. Offen. 4(S01), S1–S202. https://doi.org/10.1055/s-0037-1608335 (2017).

Artikel Google Scholar

Lebel, P., Waldron, KC & Furtos, A. Schnelle Bestimmung von 24 synthetischen und natürlichen Cannabinoiden für das LC-MS-MS-Screening in Naturprodukten und Arzneimittelinspektionsanwendungen. Curr. Trends Massenspektrometer. Zus. LCGC N. Am. 13(1), 8–14 (2015).

Google Scholar

Quintela, O. & Crouch, DJ Die Bestimmung von Cannabinoiden mittels Flüssigkeitschromatographie mit massenspektrometrischer Detektion. In LC-MS in der Arzneimittelanalyse. Methoden Mol. Biol. (Methoden und Protokolle), vol. 902 (Hrsg. Langman, L. & Snozek, C.) (Humana Press, 2012) 75–90. https://doi.org/10.1007/978-1-61779-934-1_7.

Schwope, DM, Scheidweiler, KB & Huestis, MA Direkte Quantifizierung von Cannabinoiden und Cannabinoidglucuroniden im Vollblut mittels Flüssigkeitschromatographie-Tandem-Massenspektrometrie. Anal. Bioanal. Chem. 401(4), 1273–1283. https://doi.org/10.1007/s00216-011-5197-7 (2011).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

McRae, G. & Melanson, JE Quantitative Bestimmung und Validierung von 17 Cannabinoiden in Cannabis und Hanf mittels Flüssigkeitschromatographie-Tandem-Massenspektrometrie. Anal. Bioanal. Chem. 412(27), 7381–7393. https://doi.org/10.1007/s00216-020-02862-8 (2020).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Hazekamp, ​​A. Eine allgemeine Einführung in Cannabis als Medizin. In: Cannabis: Gewinnung der Medizin. Dissertation, Institut für Biologie Leiden (IBL), Fakultät für Naturwissenschaften, Universität Leiden (2007).

Layton, CE & Aubin, AJ Methodenvalidierung zur Assay-Bestimmung von Cannabidiol-Isolaten. J. Liq. Chromatogr. Relat. Technol. 41(3), 114–121. https://doi.org/10.1080/10826076.2018.1424637 (2018).

Artikel CAS Google Scholar

De Backer, B. et al. Innovative Entwicklung und Validierung einer HPLC/DAD-Methode zur qualitativen und quantitativen Bestimmung der wichtigsten Cannabinoide in Cannabis-Pflanzenmaterial. J. Chromatogr. B. 877(32), 4115–4124. https://doi.org/10.1016/j.jchromb.2009.11.004 (2009).

Artikel CAS Google Scholar

Ambach, L. et al. Gleichzeitige Quantifizierung von Delta-9-THC, THC-Säure A, CBN und CBD in beschlagnahmten Drogen mittels HPLC-DAD. Forensische Wissenschaft. Int. 243, 107–111. https://doi.org/10.1016/j.forsciint.2014.06.008 (2014).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Patel, B., Wene, D. & Fan, ZT Qualitative und quantitative Messung von Cannabinoiden in Cannabis mittels modifizierter HPLC/DAD-Methode. J. Pharm. Biomed. Anal. 146, 15–23. https://doi.org/10.1016/j.jpba.2017.07.021 (2017).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Fekete, S. et al. Implementierung eines generischen Arbeitsablaufs zur Entwicklung flüssigkeitschromatographischer Methoden: Anwendung auf die Analyse von Phytocannabinoiden und Cannabis sativa-Extrakten. J. Pharm. Biomed. Anal. 155, 116–124. https://doi.org/10.1016/j.jpba.2018.03.059 (2018).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Citti, C., Pacchetti, B., Vandelli, MA, Forni, F. & Cannazza, G. Analyse von Cannabinoiden in kommerziellem Hanfsamenöl und Studien zur Decarboxylierungskinetik von Cannabidiolsäure (CBDA). J. Pharm. Biomed. Anal. 149, 532–540. https://doi.org/10.1016/j.jpba.2017.11.044 (2018).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Mudge, EM, Murch, SJ & Brown, PN Schlankere und umweltfreundlichere Analyse von Cannabinoiden. Anal. Bioanal. Chem. 409(12), 3153–3163. https://doi.org/10.1007/s00216-017-0256-3 (2017).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Layton, C. & Reuter, WM Analyse von Cannabinoiden in Hanfsamenölen mittels HPLC mittels PDA-Detektion. Anwendungshinweis. PerkinElmer, Shelton, CT, Vereinigte Staaten. (2015). https://cdn.technologynetworks.com/tn/Resources/pdf/analysis-of-cannabinoids-in-hemp-seed-oils-by-hplc-using-pda-detection.pdf. (abgerufen am 13. Mai 2019).

De Vita, D. et al. Vergleich verschiedener Methoden zur Extraktion von Cannabinoiden aus Cannabis. Nat. Prod. Res. 34(20), 2952–2958. https://doi.org/10.1080/14786419.2019.1601194 (2020).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Aubin, AJ, Layton, C. & Helmueller, S. Trennung von 16 Cannabinoiden in Cannabisblüten und -extrakten mithilfe einer isokratischen Umkehrphasen-HPLC-Methode, Waters Application Note 720006426EN (2018).

Pellati, F. et al. Neue Methoden zur umfassenden Analyse bioaktiver Verbindungen in Cannabis sativa L. (Hanf). Molecules 23(10), 2639. https://doi.org/10.3390/molecules23102639 (2018).

Artikel CAS PubMed Central Google Scholar

Lehmann, T. & Brenneisen, R. Hochleistungsflüssigkeitschromatographische Profilierung von Cannabisprodukten. J. Liq. Chromatogr. 18, 689–700. https://doi.org/10.1080/10826079508009265 (1995).

Artikel CAS Google Scholar

Mandrioli, M., Tura, M., Scotti, S. & Gallina Toschi, T. Schneller Nachweis von 10 Cannabinoiden durch die RP-HPLC-UV-Methode in Cannabis sativa L. Molecules 24(11), 2113. https://doi .org/10.3390/molecules24112113 (2019).

Artikel CAS PubMed Central Google Scholar

Saingam, W. & Sakunpak, A. Entwicklung und Validierung einer Umkehrphasen-Hochleistungsflüssigkeitschromatographiemethode zur Bestimmung von Delta-9-Tetrahydrocannabinol und Cannabidiol in Mundschleimhautspray aus Cannabisextrakt. Rev. Bras. Farmacogn. 28(6), 669–672. https://doi.org/10.1016/j.bjp.2018.08.001 (2018).

Artikel CAS Google Scholar

Zgair, A. et al. Entwicklung einer einfachen und empfindlichen HPLC-UV-Methode zur gleichzeitigen Bestimmung von Cannabidiol und Δ(9)-Tetrahydrocannabinol in Rattenplasma. J. Pharm. Biomed. Anal. 114, 145–151. https://doi.org/10.1016/j.jpba.2015.05.019 (2015).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Leitfaden IHT-Validierung analytischer Verfahren: Text und Methodik Q2 (R1) Version 4. In Proceedings of the International Conference for Harmonization; Genf, Schweiz (2005).

Analakkattillam, S., Langsi, VK, Hanrahan, JP & Moore, E. Vergleichende Studie zur Auflösung von Cannabidiol in EU- und US-Hanfölprodukten mittels HPLC. J. Pharm. Wissenschaft. 110(8), 3091–3098. https://doi.org/10.1016/j.xphs.2021.03.028 (2021).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Raynie, DE Allgemeine Anwendungen der QuEChERS-Extraktion bei der Isolierung von Cannabinoiden. Cannabis-Wissenschaft. Technol. 1(1), 58–60 (2018).

Google Scholar

Extraktion von Cannabinoiden in Marihuana und Lebensmitteln durch QuEChERS, Application Notes & Papers. United Chemical Technologies, 2731 Bartram Road, Bristol, PA19007. (2016). https://www.unitedchem.com/wp-content/uploads/2019/08/5102-02_Cannabinoids_in_Marijuana_and_Edibles_by_QuEChERS.pdf. (abgerufen am 18. April 2022).

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Diese Arbeit wurde vom Irish Research Council im Rahmen des Stipendiums für das beschäftigungsbasierte Postgraduiertenprogramm unterstützt (Projekt-ID: EBPPG/2019/38). S. Analakkattillam dankt Glantreo Limited, ERI Building, Lee Road, Cork, Irland für die Erlaubnis, die Forschung in ihrer Organisation durchzuführen.

Glantreo Limited, ERI Building, Lee Road, Cork, T23 XE10, Irland

Sandhyarani Analakkattilam, Victor K. Langsi und John P. Hanrahan

Fakultät für Chemie, University College Cork, Cork, T12 YN60, Irland

Sandhyarani Analakkattilam, Victor K. Langsi & Eric Moore

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Alle Autoren haben zur Konzeption und Gestaltung der Studie beigetragen. Autorenbeitrag gemäß der unten beschriebenen CRediT-Taxonomie: SA: Methodik, Validierung, formale Analyse, Untersuchung, Schreiben – Originalentwurf, Visualisierung, Datenkuratierung, Finanzierungsbeschaffung. EM: Betreuung, Schreiben-Rezension und Bearbeitung. JH: Konzeptualisierung, Supervision (Einstellungsmentor), Schreiben – Überprüfung und Bearbeitung, Projektverwaltung. VL: Methodik, Validierung, Ressourcen.

Korrespondenz mit Eric Moore.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

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Nachdrucke und Genehmigungen

Analakkattillam, S., Langsi, VK, Hanrahan, JP et al. Validierung der analytischen Methode zur Assay-Bestimmung von Cannabidiol und Tetrahydrocannabinol in mit Hanföl angereicherten Produkten mittels RP-HPLC. Sci Rep 12, 12453 (2022). https://doi.org/10.1038/s41598-022-13737-6

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Eingegangen: 17. Januar 2022

Angenommen: 04. Mai 2022

Veröffentlicht: 21. Juli 2022

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-022-13737-6

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